Фрагмент для ознакомления
2
ВВЕДЕНИЕ
NO-синтазы млекопитающих (NOS) – ферменты, которые катализируют синтез свободного радикала, монооксида азота (NO*). NO* участвует в регуляции сосудистого тонуса, нейротрансмиттерных систем, клеточного иммунитета, клеточного дыхания, функционального статуса тромбоцитов.
Нарушения механизмов регуляции NOS лежат в основе патогенеза заболеваний печени, сердечно-сосудистой системы, ожирения, инсулиновой резистентности, рака, нейродегенеративных заболеваний. Это позволяет рассматривать NOS как терапевтическую мишень, а ингибиторы или активаторы этого фермента (в зависимости от патологического контекста) как эффективные терапевтические агенты. У млекопитающих выявлено три изоформы NOS (эндотелиальная NOS, нейрональная NOS и индуцибельная NOS), для которых показана избирательная чувствительность к различным ингибиторам в клеточных культурах и на животных моделях. Однако, в настоящее время ингибиторы NOS не получили рекомендаций для использования в терапии.
1. ИСТОРИЯ ОТКРЫТИЯ NO-СИНТАЗ МЛЕКОПИТАЮЩИХ
В 1980 г. Furchgott и Zawadzki [1] описали релаксацию сосудов in vitro, которая зависела от состояния сосудистого эндотелия. Ацетилхолин вызывал релаксацию изолированных фрагментов кровеносных сосудов только в случае сохранения структурно-функциональной целостности сосудистого эндотелия. Дальнейшие исследования показали, что ацетилхолин, брадикинин, гистамин и 5-гидрокситриптамин индуцировали освобождение химического фактора, который был нестабилен и реализовал свою активность через стимуляцию растворимой гуанилатциклазы. Гемоглобин и метиленовый синий ингибировали активность этого фактора. Этот фактор был назван: релаксирующий фактор эндотелиального происхождения (EDRF) [2].
В 1985 году группа Moncada заинтересовалась этим нестабильным фактором и предложила принципиально новый экспериментальный протокол: эндотелиальные клетки (полученные из аорты свиньи) культивировали на микробусинах и проводили перфузию в модифицированной хроматографической колонке. Собранный перфузат использовали для перфузии каскада сосудистых фрагментов, из которых предварительно был удален эндотелий [3].
Комбинирование клеточной культуры с каскадом сосудистых фрагментов (системой детекции) позволило установить факт высвобождения EDRF из эндотелиальных клеток после стимуляции брадикинином. Было показано, супероксид ион (O2–) участвует в инактивации EDRF [4]. Некоторые из известных ингибиторов EDRF обладали окислительно-восстановительными свойствами и генерировали в среде культивирования O2–, который инактивировал EDRF [5]. Эти экспериментальные факты позволили предположить, что все ингибиторы EDRF, независимо от их фармакологического класса, обладают окислительно-восстановительными свойствами, которые определяют их активность в качестве ингибиторов/блокаторов EDRF. Исключением из этого списка ингибиторов был гемоглобин: он связывался с EDRF, что приводило к инактивации последнего. На основе полученных результатов было сделано предположение, что EDRF может быть свободным радикалом [5].
В 1987 году на симпозиуме, посвященном механизмам вазодилатации, Furchgott высказал предположение, что EDRF может быть оксидом азота (NO) на основании следующих экспериментальных данных:
- супероксиддисмутаза защищает EDRF от быстрой инактивации (СОД, катализирует реакцию 2HO2– → O2 + H2O2);
- гемоглобин избирательно ингибирует EDRF;
- в растворах неорганического нитрита (NO2–) фрагменты аорты кролика с удаленным эндотелием способны релаксировать [6].
Palmer получил водные растворы NO* и продемонстрировал одинаковые сосудистые эффекты EDRF и NO*. Palmer модифицировал метод определения NO* в пищевой и автомобильной промышленности для оценки очень низких концентраций NO* в биологических системах. С помощью этого метода было доказано, что NO* действительно синтезируется эндотелиальными клетками при стимуляции брадикинином [7].
На следующем этапе исследований предстояло выяснить, как синтезируется NO*. Предполагалось, что:
а) NO2– или NO3– могут ферментативно восстанавливаться до NO*;
б) для синтеза NO* может использоваться аммиак или аминокислота;
в) NO* может синтезироваться из L-аргинина.
Третий вариант рассматривался как наиболее вероятный, поскольку было известно, что активированные макрофаги генерируют NO2– и NO3– из L-аргинина [8]. Это позволило предположить, что NO* может быть нестабильным интермедиатом в синтезе стабильных NO2– и NO3– из L-аргинина. Для проверки этой гипотезы эндотелиальные клетки в течение 24 ч культивировали на среде без L-аргинина (для создания дефицита этой аминокислоты). Последующее внесение L-аргинина в среду приводило к индукции синтеза NO*, который регистрировался и в биологических тестах, и химическими методами. Фермент, который синтезировал NO* из L-аргинина, был назван NO-синтазой (NOS) [9]. В 1998 году R. Furchgott, L. Ignarro и F. Murad была присуждена Нобелевская премия «За открытие роли оксида азота как сигнальной молекулы в регуляции сердечно-сосудистой системы».
2. СТРУКТУРА NO-СИНТАЗ
Три изоформы NOS человека (нейрональная, эндотелиальная, индуцибельная) кодируются тремя различными генами, каждый из которых представлен единственной копией в гаплоидном геноме. Высокая степень структурной гомологии генов изоформ NOS предполагает их происхождение от общего предкового NOS-гена [10, 11].
Все изоформы NOS являются бидоменными белками, в состав которых входят оксигеназный и редуктазный домены (рис. 1). Оксигеназный домен включает сайты связывания гема, L-аргинина, кофактора BH4 (тетрагидробиoптерин). Оксигеназный домен через кальмодулин-узнающий сайт присоединяется к редуктазному домену. Редуктазный домен включает сайты связывания с FAD, FMN и NADPH [12, 13].
Рис. 1. Димерная, каталитически активная форма NOS [14].
Мономерная форма не проявляет ферментативной активности. Мономер NOS включает два домена: оксигеназный домен (oxigenase domain, N-конец) и редуктазный домен (reductase domain, C-конец), которые разделены кальмодулин-связывающим мотивом (СаМ).
Фрагмент для ознакомления
3
1. Furchgott R.F. The obligatory role of endothelial cells in the relaxation of arterial smooth muscle by acetylcholine/ Furchgott R.F., Zawadzki J.V.// Nature.–1980.– N 288.–P.373–376.
2. Endothelial cells as mediators of vasodilation of arteries /Furchgott R.F., Cherry P.D., Zawadzki J.V., Jothianandan D. J.// Cardiovasc. Pharmacol.– 1984.–N 6.–P.S336–S343.
3. Gryglewski R.J. Bioassay of prostacyclin and endothelium–derived relaxing factor (EDRF) from porcine aortic endothelial cells/ Gryglewski R.J., Moncada S., Palmer R.M.J.// Br. J. Pharmacol.– 1986.– N87.–P.685–694.
4. Gryglewski R.J. Superoxide anion is involved in the breakdown of endothelium–derived vascular relaxing factor/ Gryglewski R.J., Palmer R.M.J., Moncada S.// Nature.– 1986.– N 320.–P.454–456.
5. Moncada S. Mechanism of action of some inhibitors of endothelium–derived relaxing factor/ Moncada S., Palmer R.M.J., Gryglewski R.J.// Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.– 1986.– N 83.–P.9164–9168.
6. Furchgott R.F. Studies on relaxation of rabbit aorta by sodium nitrite: the basis for the proposal that the acid–activatable inhibitory factor from retractor penis is inorganic nitrite and the endothelium–derived relaxing factor is nitric oxide/ Furchgott R.F., Vanhoutte, P.M// Vasodilatation: Vascular Smooth Muscle, Peptides, Autonomic Nerves and Endotheliumed.–New York: Raven Press, 1988.–P. 401–414.
7. Palmer R.M.J. Nitric oxide release accounts for the biological activity of endothelium–derived relaxing factor/ Palmer R.M.J., Ferrige A.G., Moncada S.// Nature.– 1987.–N 327.–P.524–526.
8. Hibbs J.B. Macrophage cytotoxicity: role for l–arginine deiminase and imino nitrogen oxidation to nitrite/ Hibbs J.B., Jr, Taintor R.R., Vavrin Z.// Science.– 1987.–N 235.–P.473–476.
9. Moncada S. Biosynthesis of nitric oxide from L–arginine. A pathway for the regulation of cell function and communication/ Moncada S., Palmer R.M.J., Higgs E.A.// Biochem. Pharmacol.– 1989.– N 38.–P.1709–1715.
10. Tran C.T. Chromosomal localization, gene structure, and expression pattern of DDAH1: comparison with DDAH2 and implications for evolutionary origins/ Tran C.T., Fox M. F., Vallance P., Leiper J. M .// Genomics.– 2000.– N 68(1).–P.101–105.
11. Król M. Human nitric oxide synthase. Its functions, polymorphisms, and inhibitors in the context of inflammation, diabetes and cardiovascular diseases/ Król M., Kepinska M.//Int. J. Mol. Sci.– 2020.–N 22(1).–P.56.
12. Elucidating nitric oxide synthase domain interactions by molecular dynamics/ Hollingsworth S.A., Holden J.K., Li H., Poulos T.L.//Protein Sci.– 2016.– N 25(2).–P.374–382.
13. Molecular architecture of mammalian nitric oxide synthases/ Campbell M.G., Smith B.C., Potter C.S. [et al.].// Proc. Natl. Acad. Sci. USA.– 2014.– N 111(35).–P. E3614–E3623.
14. Neurophysiologic implications of neuronal nitric oxide synthase/ Kourosh–Arami M., Hosseini N., Mohsenzadegan M. [et al.]. //Rev. Neurosci. – 2020.– N 31(6).– P.617–636.
15. Use of computational biochemistry for elucidating molecular mechanisms of Nnitric oxide synthase/ Bignon E., Rizza S., Filomeni G., Papaleo E.// Comput. Struct. Biotechnol. J.– 2019.– N 17.–P. 415–429.
16. Molecular architecture of mammalian nitric oxide synthases/ Campbell M.G., Smith B.C., Potter C.S. [et al.].// Proc. Natl. Acad. Sci. USA.– 2014.– N 111(35).– P.E3614–E3623.
17. Preethi D. Molecular dynamics study of in silico mutations in the auto–inhibitory loop of human endothelial nitric oxide synthase FMN sub–domain/ Preethi D., Anishetty S., Gautam P.//J. Mol. Model.– 2021.– N27(2).–P.63.
18. Protein engineering to develop a redox insensitive endothelial nitric oxide synthase/ Rafikov R., Kumar S., Aggarwal S. [et al.].// Redox. Biol.–. 2014.– N2.–P.156–164.
19. Elucidating nitric oxide synthase domain interactions by molecular dynamics/ Hollingsworth S.A., Holden J.K, Li H., Poulos T.L.//Protein Sci.– 2016.– N25(2).–P.374–382.
20. Wheatley C. Cobalamin in inflammation III – glutathionylcobalamin and methylcobalamin/adenosylcobalamin coenzymes: the sword in the stone? How cobalamin may directly regulate the nitric oxide synthases/ Wheatley C.//J. Nutr. Environ. Med.– 2007.–N 16(3–4):.–P.212–226.
21. Mechanism and regulation of ferrous heme–nitric oxide (NO) oxidation in NO synthases/ Tejero J., Hunt A..P, Santolini J. [et al].//J. Biol. Chem.– 2019.– N 294(19).– P.7904–7916.
22. Site and mechanism of uncoupling of nitric–oxide synthase: Uncoupling by monomerization and other misconceptions/ Gebhart V., Reiß K., Kollau A. [et al].//Nitric Oxide.– 2019.– N 89.–P.14–21.
23. Li J. Deciphering mechanism of conformationally controlled electron transfer in nitric oxide synthases/ Li J., Zheng H., Feng C.// Front Biosci. (Landmark Ed). – 2018 .– N 23(10).–P. 1803–1821.
24. Inducible nitric oxide synthase: Regulation, structure, and inhibition/ Cinelli M.A., Do H.T., Miley G.P., Silverman R.B. // Med. Res. Rev. – 2020.– N 40(1). –P.158–189.
25. Alderton W.K. Nitric oxide synthases: structure, function and inhibition/Alderton W.K., Cooper C.E., Knowles R.G.//Biochem. J.– 2001.– N 357(Pt 3). –P.593–615.
26. Development of nitric oxide synthase inhibitors for neurodegeneration and neuropathic pain/ Mukherjee P., Cinelli M.A., Kang S., Silverman R.B.// Chem. Soc. Rev.– 2014.– N 43.–P.6814–6838.
27. Structural basis for isoform selective nitric oxide synthase inhibition by thiophene–2–carboximidamides/ Li H., Evenson R.J., Chreifi G. [et al.]. // Biochemistry.– 2018.– N 57(44).–P.6319–6325.
28. Nitric oxide synthasei into the clinic at last/ Dao V.T.V., Elbatreek M.H., Fuchß T. [et al].//Handb. Exp. Pharmacol.– . 2021.– N 264.–P.169–204.
29. Poulos N.L. Nitric oxides and structure–based inhibitor design/ Poulos T.L., Li H//Nitric Oxide.– 2017.– N 63.–P. 68–77.
30. Balke J.E. Neuronal nitric oxide synthase (nNOS) splice variant function: Insights into nitric oxide signaling from skeletal muscle/Balke J.E., Zhang L., Percival J.M.// Nitric Oxide.– 2019.– N 82.–P.35–47.
31. Functional roles of neuronal nitrico synthase in neurodegenerative diseases andm disorders/ Poon C.H., Tsui K.C., Chau S.C. [et al.].// Curr. Alzheimer Res.–2021.–N18(10).–P.831–840.
32. Insights into the C–terminal peptide binding specificity of the PDZ domain of neuronal nitric–oxide synthase: characterization of the interaction with the tight junction protein claudin–3/ Merino–Gracia J., Costas–Insua C., Canales M.Á., Rodríguez–Crespo I.//J. Biol. Chem.– 2016.– N 291(22).–P.11581–95.
33. Neurophysiologic implications of neuronal nitric oxide synthase/ Kourosh–Arami M., Hosseini N., Mohsenzadegan M. [et al.].//Neurosci. – 2020.– N 31(6).–P.617–636.
34. Activity–Induced SUMOylation of Neuronal Nitric Oxide Synthase Is Associated with Plasticity of Synaptic Transmission and Extracellular Signal–Regulated Kinase 1/2 Signaling/ Du C.P., Wang M., Geng C. [et al.].//Antioxid. Redox. Signal. – 2020.– N 32(1).– P:18–34.
35. Wnt signaling through nitric oxide synthase promotes the formation of multi–innervated spines/ McLeod F., Boyle K., Marzo A. [et al.].//Front. Synaptic Neurosci.– 2020.– N 12.–P.575863.
36. Role of neuronal nitric oxide synthase on cardiovascular functions in physiological and pathophysiological states/Ally A., Powell I., Ally M.M. [et al.].// Nitric Oxide. – 2020.– N 102.–P.52–73.
37. Cyclic AMP–dependent phosphorylation of neuronal nitric oxide synthase mediates penile erection/ Hurt K.J., Sezen S.F., Lagoda G.F. [et al.].// Proc. Natl. Acad. Sci. USA.– 2012.– N 109(41).– P.16624–16629.
38. Dubey H. Alzheimer's disease: A contextual link with nitric oxide synthase/ Dubey H., Gulati K., Ray A.//Curr. Mol..Med.– 2020.– N 20(7).– P.505–515.
39. MiR–302b–5p enhances the neuroprotective effect of IGF–1 in methyl–4–phenyl–1,2,3,6–tetrahydropyridine–induced Parkinson's disease by regulating inducible nitric–oxide synthase/ Cui X., Li M., He Z. [et al.].//Cell Biochem. Funct.– 2020.– N 38(8).– P. 1025–1035.
40. The role of nitric oxide in stroke/ Chen Z.Q., Mou R.T., Feng D.X. [et al.].// Med. Gas. Res.– 2017.– N 7(3).– P.194–203.
41. Wang J. Superoxide and non–ionotropic signaling in neuronal excitotoxicity/Wang J., Swanson R.A.//Front. Neurosci.– 2020.– N 4.– P.861.
42. Takahashi T. Pathophysiological significance of neuronal nitric oxide synthase in the gastrointestinal tract/ Takahashi T.// J. Gastroenterol. –2003.– N 38(5).–P.421–430.
43. Inducible nitric oxide synthase: Good or bad?/ Lind M., Hayes A., Caprnda M. [et al.].// Biomed. Pharmacother. – 2017.– N 93.–P.370–375.
44. Immunobiology of nitric oxide and regulation of inducible nitric oxide synthase/ Lee M., Rey K., Besler K. [et al.].// Results Probl. Cell Differ. – 2017.– N 62.–P.181–207.
45. Liao W. Prognostic value of inducible nitric oxide synthase (iNOS) in human cancer: A systematic review and meta–analysis/ Liao W., Ye T., Liu H.// Biomed. Res. Int. – 2019.– N 2019.– P.6304851.
46. A specific, non–immune system–related isoform of the human inducible nitric oxide synthase is expressed during differentiation of human stem cells into various cell types/ Gather F., Ihrig–Biedert I., Kohlhas P. [et al.].// Cell Commun. Signal. – 2022.– N 20(1).–P.47.
47. Immunobiology of nitric oxide and regulation of inducible nitric oxide synthase/ Lee M., Rey K., Besler K. [et al.].//Results Probl. Cell. Differ. –2017.– N 62.– P.181–207.
48. Redox–signals and macrophage biology/Weigert A., von Knethen A., Fuhrmann D. [et al.].//Mol. Aspects Med.– 2018.– N 63.–P.70–87.
49. Nitric oxide displays a biphasic effect on calcium dynamics in microglia/Maksoud M.J.E., Tellios V., Xiang Y.Y., Lu W.Y.//Nitric Oxide.– 2021.– N 108.– P.28–39.
50. Gage M.C. Inhibitors of Src family kinases, inducible nitric oxide synthase, and NADPH oxidase as potential CNS drug targets for neurological diseases// Gage M.C., Thippeswamy T.// CNS Drugs.– 2021.–N 35(1).–P.1–20.
51. Parathath S.R. Nitric oxide synthase isoforms undertake unique roles during excitotoxicity/ Parathath S.R., Gravanis I., Tsirka S.E.//Stroke.– 2007.– N 38(6).–P.1938–1945.
52. Cauwels A.Nitric oxide in shock/Cauwels A.// Kidney Int.– 2007.– N 72(5).–P.557–565.
53. Anavi S. iNOS as a metabolic enzyme under stress conditions/Anavi S., Tirosh O.// Free Radic. Biol. Med.– 2020.–N 146.–P.16–35.
54. Placental endothelial nitric oxide synthase expression and role of oxidative stress in susceptibility to preeclampsia in Pakistani women /Shaheen G., Jahan S., Ain Q.U. [et al.].// Mol. Genet. Genomic. Med.– 2020.–N 8(1).–P.e1019.
55. Maron BA. Subcellular localization of oxidants and redox modulation of endothelial nitric oxide synthase/ Maron BA., Michel T.//Circ. J.– 2012.–N 76(11).–P.2497–2512.
56. Coordinated regulation of endothelial calcium signaling and shear stress–induced nitric oxide production by PKCβ and PKCη/ Muzorewa T.T., Buerk D.G., Jaron D., Barbee K.A.//Cell Signal. – 2021.– N 87.–P.110125.
57. Godo S. Divergent roles of endothelial nitric oxide synthases system in maintaining cardiovascular homeostasis/ Godo S., Shimokawa H.// Free Radic. Biol. Med.– 2017.– N 109.– P.4–10.
58. Randriamboavonjy V. Endothelial nitric oxide synthase (eNOS) in platelets: how is it regulated and what is it doing there?/Randriamboavonjy V., Fleming I.// Pharmacol. Rep.– 2005.– N 57.– Suppl. 59–65.
59. Förstermann U. Roles of vascular oxidative Sstress and nitric oxide in the pathogenesis of atherosclerosis/ Förstermann U., Xia N., Li H.//Cir. Res. – 2017.–N 120(4).–P.713–735.
60. Roles of eNOS in atherosclerosis treatment/Hong F.F., Liang X.Y., Liu W. [et al.].// Inflamm. Res. –2019.–N 68(6).–P:429–441.
61. Inflammatory mechanisms contributing to endothelial dysfunction/ Theofilis P., Sagris M., Oikonomou E. [et al.].// Biomedicines.– 2021.– N 9(7).–P.781.
62. Endothelial nitric oxide synthase overexpressing human early outgrowth cells inhibit coronary artery smooth muscle cell migration through paracrine functions/ Guber S., Ebrahimian T., Heidari M. [et al.].// Sc.i Rep.– 2018.– N 8(1).–P.877.
63. Cavin–2 regulates the activity and stability of endothelial nitric–oxide synthase (eNOS) in angiogenesis/ Boopathy G.T.K., Kulkarni M., Ho S.Y. [et al.]. //J. Biol. Chem.– 2017.– N 292(43). –P.17760–17776.
64. Generation of a nitric oxide signaling pathway in mesenchymal stem cells promotes endothelial lineage commitment/ Bandara N., Gurusinghe S., Kong A. [et al.].// J. Cell Physiol.– 2019.– N 234(11).–P.20392–20407.
65. Minicircle DNA–mediated endothelial nitric oxide synthase gene transfer enhances angiogenic responses of bone marrow–derived mesenchymal stem cells/ Bandara N., Gurusinghe S., Chen H. [et al.].// Stem Cell Res. Ther.– 2016.–N 7.–P.48.
66. Oxidative stress, GTPCH1, and endothelial nitric oxide synthase uncoupling in hypertension/ Wu Y., Ding Y., Ramprasath T., Zou M.H.//Antioxid. Redox. Signal.– 2021.– N 34(9). –P. 750–764.
67. Goshi E. Nitric oxide detection methods in vitro and in vivo/ Goshi E., Zhou G., He Q. //Med. Gas Res.– 2019.– N 9(4).–P.192–207.
68. Murphy M.E. Nitric oxide assay using hemoglobin method/ Murphy M.E., Noack E.// Methods Enzymol. – 1994.– N 233.–P.240–250.
69. Yao D. Determination of nitric oxide in biological samples/ Yao D., Vlessidis A.G., Evmiridis N.P.// Mikrochim Acta.– 2004.–N 147.– P.1–20.
70. Hong H. Multimodality imaging of nitric oxide and nitric oxide synthases/ Hong H., Sun J., Cai W.// Free Radical. Biol. Med. –2009.– N 47.–P.684–698.
71. Hetrick E.M. Analytical chemistry of nitric oxide/ Hetrick E.M., Schoenfisch M.H.// Annu. Rev. Anal. Chem. (Palo Alto Calif).–2009.–N 2/–P. 409–433.
72. Ciszewski A. Electrochemical detection of nitric oxide using polymer modified electrodes/ Ciszewski A., Milczarek G.// Talanta.– 2003.–N 61.– P.11–26.
